Nuevas alternativas en la preparación de los medios de cultivo con la utilización del extracto de Aloe vera L (página 2)

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Se parece a un pequeño maguey. Es perenne, de
rizoma largo. Se propaga por división de mata. Y tiene un
hábito de crecimiento herbáceo. El análisis
fotoquímico de la sábila refleja que tienen aceites
esenciales, alcaloides, glucósidos cardiotónicos,
taninos, glucosa, proteínas y resinas. De la sábila
se emplean la raíz, el tallo y las hojas. Es Originaria
del continente Africano, habiendo sido introducida al nuevo mundo
por los Jesuitas españoles en el año de 1590,
Aunque hay más de 200 especies de sábila,
probablemente hay sólo tres o cuatro con propiedades
medicinales. De estas, Aloe vera Barbadenis (Miller), la
cual es conocida también como Aloe vera (Linne),
es la más potente. Aloe vera
Barbadenis es más bien parecido a un cactus pero de
hecho pertenece a la familia a la que pertenecen la cebolla, el
ajo y los espárragos. Esta planta alcanza su madurez en
cuatro años cuando sus hojas son cosechadas. Las hojas son
fileteadas y su gel interno es preservado y embotellado para
elaborar un producto que es tan cercano al jugo de la planta
natural. (APROCSAL 1994)

HISTORIA,
IMPORTANCIA Y UTILIZACION DEL EXTRACTO DE LA SABILA (Aloe vera
(L) N.L. Burm)

El Aloe vera es una planta de las menos
extendidas, y sin embargo la más fascinante del mundo.
Posee una larga e ilustrada historia que data desde los
años bíblicos. Una anécdota puede ser que la
reina Cleopatra tomaba baños de Aloe vera para
mantener su juventud. Dioscórides trata de unos y otros, y
da los caracteres de las mejores suertes de acíbar en el
capítulo 23 del Libro III. A mediados del siglo XVI, en
los comentarios a dicho capítulo, la planta llamada
Aloe vera común en gran parte de Italia, y se
hallaba a cada paso plantada por los jardines y en los tiestos.
En Andalucía existían grandes plantaciones de
áloes en tiempo de los árabes, entusiastas
propagadores del uso medicinal del acíbar.

Se tiene conocimiento que la sábila
apareció por primera vez en la historia, alrededor del
año 1500 a.c., en este primer registro se hace
mención de una planta milagrosa de usos variados, conocida
hoy en día en el mundo occidental como sábila (
Aloe ) por su gran potencial y sus aplicaciones al
cuidado de la salud. Desde siglos el Aloe vera y sus
poderes curativos han sido utilizados extensamente entre muchas
culturas a causa de su eficacia en el tratamiento de quemaduras y
la cura de heridas.

El uso de los áloes es muy antiguo, tanto en su
utilización como catártica, como en relación
con sus efectos regenerativos, antiinflamatorios,
analgésico y bactericida externo. Generalmente se cita al
Papiro de Ebers como la primera referencia al uso del
Aloe, aunque existen otras anteriores en los Ayurveda,
los Códices Chinos y las Tablas
Babilónicas.

Los científicos han estudiado la sábila y
ahora se sabe que contiene aminoácidos esenciales,
minerales, vitaminas, enzimas, proteínas,
polisacáridos y estimulantes biológicos.
Está demostrado que consumir jugo de sábila ayuda
al organismo a digerir completamente los alimentos,
especialmente las proteínas en nutrientes que el organismo
puede utilizar tanto externa como internamente.

Fueron investigadores japoneses quienes a partir de los
80 experimentaron en forma sistemática los
polisacáridos contenidos en el gel del Aloe,
entre los que se encuentran los glucomananos, los cuales
constituyen aproximadamente un 0.2 – 0.3 % del gel fresco,
además de elevados contenidos de galactosa, pentosa y
ácidos urónicos. (Kolloge, S.
1997)

Vickery, A R. (1994) Además de la
utilización directa de la sábila y de su gel o
acíbar en la curación de diversas enfermedades, la
sábila ha sido motivo de diferentes procesos industriales
que han ampliado sus posibilidades de uso y han incrementado su
demanda.

Las propiedades de esta planta la hacen el sustituto
ideal de los productos enzimáticos de la industria
farmacéutica; el acíbar funciona como catalizador
de las células vivas, ya que influye en las reacciones
metabólicas de los tejidos proteicos gracias a la
acción de sus enzimas, lo que permite disminuir la
energía de activación de tal manera que la
reacción se lleva acabo en menor tiempo.

Conaza (1992). Se utiliza en la perfumería y
cosmetología donde se aprovechan más sus cualidades
emolientes, humectantes, hidratantes y desinfectantes, así
como su contenido de sapogeninas, glucósidos y
polisacáridos en la elaboración de cremas faciales,
champú tonificante, jabones, lociones para la piel,
filtros solares y otros.

Conaza (1991) Recientemente se está haciendo uso
del jugo para la preparación de bebidas refrescante y
saludable, dado su contenido en proteínas,
aminoácidos, minerales, enzimas y otros complementos que
le dan cualidades aperitivas, nutritivas, tónicas y
reconstituyentes.

En el área agronómica, el jugo de
sábila se ha usado experimentalmente como repelente e
insecticida en larvas presentes en algunas plantas tuberosas,
obteniéndose muy buenos resultados. De igual manera se ha
reportado la experimentación para el control de
enfermedades virales en papa, presentando una acción
inhibitoria media en comparación con otros extractos de
origen vegetal.

OBTENCION DEL
EXTRACTO DE ALOE VERA.

Según Conaza. (1990) Para obtener el extracto o
acíbar de la sábila artesanalmente, se procede de
la siguiente forma:

Se escogen las hojas más grandes procurando al
hacer el corte, de no lastimar las más jóvenes. Se
deben cortar de 8 a 12 hojas de la planta en forma transversal y
se cuelgan de manera que la parte seccionada quede hacia abajo,
con el objeto de que escurra el acíbar por 24 horas, de
esta manera se recibe el jugo en un recipiente de lámina
galvanizada cubierta de resina epóxica, colocando sobre
baños de agua fría. Después de esto se
envasa.

Según Vickery, A R. (1994) Otro método de
extracción consiste en moler las hojas por cualquier
medio, centrifugar los residuos, filtrar el jugo y
envasarlo.

La producción promedio de acíbar obtenido
de esta forma es de 10 mL por cada hoja de tamaño
medio.

La extracción debe hacerse cuidadosamente para
evitar que las proteínas se desnaturalicen y pierdan su
actividad catalizadora, por esta razón debe evitarse que
las hojas una vez cortadas sean expuestas al calor, a altas
concentraciones salinas o pH extremos.

El manejo del acíbar en el transporte se
hará a la menor temperatura y lo más rápido
posible, y deberá refrigerarse una vez que ha sido
extraído.

El jugo contiene dos fracciones: una fase acuosa llamada
gel de Aloe y otra liposoluble denominada aceite de
Aloe, a partir de estas dos mezclas se obtienen
productos entre los que destacan los fármacos,
cosméticos, solventes y perfumes.

El proceso moderno para la elaboración del jugo,
consiste en someter a las hojas de Aloe a un tratamiento
de corte y comprensión simultánea para extraer la
mayor cantidad de jugo posible, después el extracto crudo
pasa por las fases de desinfección, calentamiento,
estabilización y envasado.

Oxidación con peróxido de
hidrógeno.

Conaza. (1992) Exposición a los rayos
ultravioleta en presencia de catalizadores
químicos.

Alta temperatura en poco tiempo (71-77°C durante o
menos de 3 min.)

La última de las técnicas arriba
mencionadas es la más recomendable, ya que introduce pocos
cambios en la composición original del
producto.

En Cuba el CIDEM (1996) tiene las especificaciones del
extracto acuoso de Aloe vera siendo la metodología la
siguiente.

Después de cosechadas las hojas fresca se lavan
con agua corriente, deben ser almacenadas en frío antes 24
horas. Se someten a un proceso de bioestimulación
durante 9 – 15 días
protegiéndose de la luz.

Se lavan las hojas con agua corriente y posteriormente
se lavan con agua desionizada. Se recogen las hojas limpias en un
tanque de acero inoxidable y se procede a su molí
nación.

Se mezcla con agua desionizada (relación 1: 1.5)
con el reactor se extrae con agitación suave a temperatura
ambiente durante 1 hora, Posteriormente se calienta hasta la
temperatura de ebullición y se refluja durante 30
mim.

Se enfría 50 – 60 º C se filtra a
través de gasa, recogiendo el extracto en un tanque de
acero inoxidable.

Se le añade metíl parabeno y el
propíl parabeno preservar en el alcohol etílico al
95% y agitar durante 30 mim. Para su completa
disolución.

Se pasa a un tacho disolutor y se adiciona Metasulfito
de sodio se agita y se filtra y se recircula hasta obtener un
líquido transparente se enraza con agua desionizada y se
homogeniza.

COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA
SÁBILA (Aloe vera esp. Barbadensis
miller)

La sábila se ha ganado el sobrenombre de "planta
milagrosa"por los numerosos beneficios que aportan los
aproximadamente 200 elementos que la componen. El análisis
fotoquímico de la sábila refleja que contiene
proteínas en 0.013 %, polisacáridos
0.2 – 0.3 %, resinas 40 – 80 %, aloína
20 %, aceites esenciales, alcaloides, glucósidos
cardiotónicos, taninos, glucosa, agua y otros ( Retamar,
1995).

La sábila contiene 13 de los 17 minerales
necesarios para la buena nutrición, aporta 20 de los 22
aminoácidos conocidos, ocho de estos son esenciales y
deben ser proporcionados desde una fuente externa, ya que el
cuerpo no los puede producir y está probado que consumir
el jugo de sábila es una de las mejores fuentes para
proporcionar al cuerpo estos aminoácidos. La sábila
también contiene enzimas naturales y minerales necesarios
para el organismo ya que las enzimas ayudan a realizar la
reacción química de vitaminas, minerales y
hormonas. ( Yaron, 1995).

Entre los elementos químicos que conforman la
sábila se mencionan:

¾ Aminoácidos: (aporta 20 de
los 22 que requiere el organismo) lisina, valina, leucina,
fenilanina, metionina, ácido aspártico,
ácido glutámico, arginina y serina.

¾ Minerales: calcio, magnesio,
potasio, cloro, hierro, zinc, cobre, cromo, azufre, aluminio,
sodio y germanio.

¾ Oligoelementos: manganeso, calcio,
potasio, sodio, aluminio, hierro, zinc, cobre, plata, cromo,
fósforo y titanio.

¾ Vitaminas: A, B1, B2, B5, B12, C,
ácido fólico y ácido nicotínico
(niacina).

¾ Polisacáridos:
celulosa.

¾ Carbohidratos: glucosa, galactosa,
xilosa, arabinosa, acetilmanosa (acemannan).

¾ Prostaglandinas y ácidos
grasos: ácido ganmalinoleico.

¾ Aceites esenciales: trazas de
aloesinas.

¾ Enzimas: oxidasa, catalasa,
amilasa, lipasa, fosfatasa alcalina.

¾ Antraquinonas: aloin, barbaloin y
ácido aloético.

El germanio es un componente muy especial, que halla se
en grandes cantidades en todas aquellas plantas consideradas
milagrosa. El doctor Asai descubrió que las setas y el
Aloe vera contenían germanio en grandes
cantidades y demostró que este es de importancia capital
para la vida de estas plantas debido a su papel catalizador,
comparable al de la clorofila.

Su composición y propiedades
físico-químicas y farmacológicas pueden
variar en función de la lluvia o el riego, del terreno, de
la época de recolección de las hojas y de su edad y
almacenamiento, y según la forma de obtención del
gel y su almacenamiento. Un 99,4% del peso del gel de Aloe
vera es agua. Más del 60% de los sólidos
totales son polisacáridos mucilaginosos ligados a
azúcares como glucosa, manosa, ramnosa,
xilosa, arabinosa, galactosa y ácidos
urónicos.

El mucílago está compuesto de diferentes
polisacáridos neutros, ácidos y acetilados
(mananos, glucomananos, galactomananos,…), responsables de la
gran capacidad que tiene la planta para retener agua y gracias a
la cual puede sobrevivir en condiciones de sequía. Los
polisacáridos mucilaginosos son los principios activos
responsables de la actividad biológica del gel de Aloe
vera, y entre ellos destaca el acemanano: "Que ha despertado
gran interés por sus propiedades farmacológicas y
como componente activo importante del gel de áloe" y el
aloérido: "Polisacárido de elevado peso molecular
recientemente identificado, constituido por glucosa, galactosa,
manosa y arabinosa, y que según parece posee una actividad
inmunoestimulante superior a la del acemanano".

Los restantes sólidos que componen el gel de
Aloe vera, que también pueden contribuir a su
actividad terapéutica, son sales orgánicas y
ácidos (glutámico, málico,
salicílico, cítrico, lactato magnésico,
oxalato cálcico, …), enzimas (celulosa,
carboxipeptidasa, bradikininasa, catalasa, amilasa, oxidasa,
tirosinasa), sapogénicas, taninos, esteroles,
triglicéridos, aminoácidos (lisina, histidina,
glutamina, arginina, ácido aspártico, asparagina,
treonina, serina, ácido glutámico, glicina,
alanina, valina, metionina, isoleucina, leucina, tiroxina,
fenilalanina y triptófano), RNA y trazas de alcaloides, de
vitaminas (betacaroteno, B1, B2, B3, B6, C, E, colina,
ácido fólico) y de minerales (aluminio, boro,
bario, calcio, cromo, cobre, hierro, potasio, magnesio, sodio,
fósforo, estroncio, silicio). No debe contener nunca en
cantidades apreciables derivados hidroxiantracénicos o
antraquinonas de acción laxante. ( Granados, S. y
Castañeda, A. 1998)

PROPIEDADES DEL
ALOE VERA ESTUDIADAS POR DIFERENTES INSTITUCIONES Y UNIVERSIDADES
DEL MUNDO.

¾ Nutritivo

¾ Estimulante del crecimiento
celular

¾ Regenerador celular

¾ Antioxidante

¾ Antimicrobiano ( bactericida y
fungicida )

Nutritivo.

Aporte de elementos minerales esenciales.
Macro elementos:

Potasio, calcio, magnesio, fósforo,
azufre. Micro elementos:

Cloro, cobre, hierro, manganeso, zinc,
boro. Otros elementos esenciales:

Germanio, sodio, aluminio, cobre, plata,
cromo.

Estimulante del crecimiento

En la composición química del gel de
Aloe, se encuentra el fosfato de manosa, su principal
función es que actúa como agente de crecimientos de
los tejidos. El ácido ascórbico se considera
benéfico para el crecimiento, ya que puede retrazar la
formación de sustancias semejantes a la melanina, que
inhiben el crecimiento.

Regenerador celular.

Los polisacáridos contenidos en el gel de
Aloe, entre los que se encuentran los glucomananos, los
cuales constituyen alrededor del 0.2 – 0.3 % del gel fresco
y otros con elevados contenidos de galactosa, pentosa y
ácidos urónicos, los hacen casi insustituibles como
regeneradores titulares.

Antioxidante.

La vitamina C (ácido ascórbico) se
considera benéfico ya que este puede retardar el
oscurecimiento de algunos tejidos recalcitrantes, debido
probablemente a su capacidad para actuar como agente
reductor.

Antimicrobiano.

Los áloes muestran una actividad inhibitoria de
algunos Bacillus, bloqueando la síntesis de los
ácidos nucleicos en las bacterias, acción debida
probablemente a las antraquinonas. El conjunto de antraquinonas
(aloin, barbaloin y ácido aloético) produce un
efecto antibiótico y antiviral. La saponina y aloetina
presentan un carácter antiséptico y un amplio
espectro antimicrobiano (bactericida y antivirosa) estos
compuestos neutralizan el efecto de las toxinas microbianas. Se
ha demostrado que desde el punto de vista biológico los
taninos están relacionados con la resistencia de las
plantas a las infecciones y se consideran potentes agentes
antifúngicos. (Castillo E. N 2002)

CULTIVO "IN
VITRO".PRIMERAS CONTRIBUCIONES.

El punto de partida en el cultivo in vitro es
difícil de determinar, pero importantes contribuciones se
remontan a 1860-1861 años en que Sacko y Knops
descubrieron que las sustancias más importantes absorbidas
por las plantas eran los compuestos orgánicos. El
resultado de estas observaciones fue la elaboración de una
sustancia nutritiva (solución Knops) empleada hasta la
fecha y que históricamente se usó como componente
básico de medios de cultivo.

Rechinger, (1893) describió la formación
de callos en fragmentos aislados de tallo y raíz.
Haberlandt, (1902) asimiló todos estos conceptos
existentes en aquel entonces y fue el que realizó los
experimentos más importantes respecto al cultivo de
tejidos, ya que propiamente cultivó células de
mesófilo de tradescantia en un medio artificial.
Haberlandt, sin embargo, no pudo obtener división celular
en sus cultivos, la razón fue en parte debido al medio de
cultivo relativamente simple, no obstante, una gran
contribución de Haberlandt fue la especulación de
la fitohormona que se llamó Traumatina.

Con todos estos conceptos fundamentales White, (1934)
demostró que era factible cultivar con éxito
órganos vegetales; demostró además que los
tejidos vegetales en cultivo, ya sean células
somáticas aisladas o formando agregados podían
vivir normalmente in vitro y sin
diferenciación.

Gautheret, (1955) como citólogo observó
las células en cultivo y describió en detalle, el
crecimiento in vitro de las células del cambium y
la fisiología de células de zanahoria. Usó
principalmente la solución de Knops como medio
básico, suplementado con glucosa, extracto de levadura y
cisteína.

Después de 1935, cuando conocieron las
condiciones del crecimiento y la división de
células homogéneas, aparecieron numerosos
artículos en los que se experimentaban mejores condiciones
para una rápida división celular, mayor velocidad
del crecimiento y otros componentes del medio de cultivo.
Así, Robbins, (1936), estudió el efecto de
microelementos inorgánicos y señaló que el
zinc, manganeso y el boro eran necesarios para el cultivo de
ápices radicales. Murashige y Skoog, (1962), estudiaron y
propusieron la composición de los medios de cultivo al
medio revisado para obtener una velocidad mayor en el crecimiento
de células de Nicotiana tabacum in
vitro.

Al finalizar la década de 1930, la ciencia fue
estableciendo los nutrientes esenciales para elaborar medios de
cultivo, como consecuencia, se determinó que los
aminoácidos y las vitaminas desempeñaban un
importante papel en la organogénesis.

Para el cultivo de ápices y meristemos no existe
un medio universal, sin embargo, el medio basal propuesto por
Murashige y Skoog (1962), con algunas modificaciones en sus
ingredientes ha sido el más frecuentemente utilizado,
reportándose su utilización en la mayoría de
plantas obtenidas in vitro.

En los años 1957 y 1958 se elaboraron los medios
de cultivo necesarios para que a partir de grupos de
células se pudieran regenerar nuevas plantas por procesos
conocidos por morfogénesis y
embriogénesis.

Skoog y Miller (1957) fundamentaron la hipótesis
de que la iniciación de tallos y raíces en callos
cultivados, podían ser regulados por rangos particulares
de auxinas y citocinas. Se encontró que fragmentos de
callos transferidos a medios líquidos y agitados,
producían una suspensión que se podía
propagar a través de subcultivos (Muir, 1953). El grupo de
Steward realizó cultivos en suspensión de
zanahoria, haciendo evidente que esa técnica
ofrecía mayores potenciales para el estudio de muchas
facetas de la biología celular (Nickel, 1956).

Nickel (1956), para estudios de fitofisiología y
bioquímica, ha experimentado el cultivo masivo o cultivo
en tanques con medios líquidos; además investigaron
los efectos del abastecimiento del aire, control de pH,
remoción de medio de cultivo y otros aspectos
más.

El medio de White, (1934), citado por Orellana, (1994),
fue el más utilizado en los primeros tiempos de la
micropropagación, muchas mejoras han sido hechas desde
entonces, siendo las más notables el mejoramiento de los
niveles de N, P, K, la reducción del nivel de calcio y la
precipitación de hierro a pH altos( Hu y Wang,
1983)

COMPONENTES DEL
MEDIO DE CULTIVO

Medio de cultivo

El medio de cultivo es la
combinación sólida o líquida de nutrientes y
agua.

Usualmente incluye sales
inorgánicas, carbohidratos, vitaminas y
aminoácidos. A menudo se denomina Medio Basal y puede ser
suplementado con algún regulador de crecimiento y
ocasionalmente con otras sustancias varias. ( Debergh, P.
1982)

El medio MS, o de Murashige y Skoog (1962), es muy
usado, particularmente si el objetivo es regenerar plantas;
existen numerosas variaciones comerciales de este medio. El medio
B5 o de Gamborg et al. (1968), o sus varios derivados, ha sido de
un gran valor en el cultivo de células y protoplastos, y
también es utilizado eficazmente en regeneración de
plantas. La diferencia principal entre los medios MS y B5 es la
menor concentración de nitratos en B5. El medio de baja
concentración de sales está especialmente indicado
para especies leñosas.

Componentes minerales.

Los componentes minerales esenciales para la vida de las
plantas se dividen en:

Macro elementos

Se utilizan en grandes cantidades: carbono,
oxígeno, hidrógeno, nitrógeno,
fósforo, azufre, potasio, calcio y magnesio.

Micro elementos

Aunque son necesarios en menor cantidad, juegan un papel
esencial en los mecanismos enzimáticos como activadores o
constituyentes de las coenzimas.

Los principales micro elementos son: hierro, cobre,
zinc, manganeso, molibdeno, cobalto y boro. Los micro elementos
resultan indispensables para el crecimiento, intervienen como
activadores de sistemas enzimáticos. Se suministran al
medio de cultivo bien con el objetivo de evitar cualquier
carencia o se utilizan a concentraciones mas elevadas con el
objetivo de provocar una activación del
crecimiento.

Las exigencias minerales varían con la especie,
la naturaleza del tejido y su estado fisiológico,
también varían con el método de cultivo y el
tipo de órgano génesis estudiado.

Murashige y Skoog en (1962) propusieron un medio para la
investigación del crecimiento óptimo de callos de
tabaco (Nicotina tabacum). Este medio es netamente
superior a los medios anteriormente usados para iniciar la
órgano génesis y, particularmente, para la
neoformación de yemas. (Medio MS)

A partir de estos resultados, el medio MS se ha empleado
de una manera muy general para todos los tipos de cultivo "in
vitro". Además, puede afirmarse que ha sido la
utilización del medio MS junto con el empleo de
fitohormonas apropiadas (citoquininas y auxinas), lo que ha
permitido el éxito de los trabajos sobre órgano
génesis en cultivo "in Vitro".

Componentes orgánicos.

Dentro de los componentes orgánicos de los medios
de cultivo tenemos azúcares, vitaminas,
aminoácidos, productos orgánicos estimulantes y
reguladores del crecimiento.

Azúcares.

Los tejidos y células cultivadas "in
vitro" son ampliamente heterótrofos con respecto al
carbono debido a la ausencia o insuficiencia de
asimilación clorofílica. Luego, resulta
indispensable añadir azúcares a los medios de
cultivo, siendo los dos más utilizados la sacarosa y la
glucosa.

La concentración óptima del azúcar
en los medios de cultivo varía entre 20 – 80 g/L, en
dependencia del tipo de cultivo, material vegetal, etc. Los
azúcares presentan una acción metabólica y
energética.

Vitaminas.

Las vitaminas favorecen el crecimiento de los tejidos en
cultivos "in vitro" y no se excluye que la falta de
alguna de ellas pueda ser un factor limitante de los
fenómenos de organogénesis. (Dr. González, S
)

El compuesto que mas frecuentemente se añade a
los medios de cultivo es el mio- inositol, se emplea en
concentraciones entre 50 – 500 mg/L y su efecto se
evidencia sobre la proliferación de tejidos y sobre la
activación de la organogénesis.

El ácido ascórbico (1 – 10 mg/L) y
el ácido cítrico (50 –100 mg/L) se utilizan
en ocasiones no como vitaminas sino como antioxidantes para
evitar el oscurecimiento de determinados tejidos.

Aminoácidos.

El aporte de aminoácidos favorece la
proliferación de callos, aunque cuando más se acude
a los mismos es en las experiencias sobre la órgano
génesis y en la multiplicación
vegetativa "in vitro". Las mezclas de aminoácidos
parecen también presentar efectos sinérgicos
estimulando fuertemente la proliferación de callos y la
órgano génesis. Los efectos obtenidos mediante el
aporte de aminoácidos parecen muy variables según
la especie y el tipo de morfogénesis estudiada. Hasta el
momento no es posible establecer una regla general.

Reguladores del crecimiento
(fitohormonas).

Según Drew, R.A. (2003): Los reguladores del
crecimiento y el desarrollo de las plantas actualmente se agrupan
en cinco categorías: auxinas, giberalinas, citoquininas,
ácido abscísico y etileno. Además de estas
sustancias naturales (reguladores endógenos) existen
numerosos productos de síntesis que pueden utilizarse como
reguladores del crecimiento en el cultivo "in
vitro".

En los métodos de propagación "in
vitro" se emplean ampliamente las auxinas; en la
órgano génesis y las aplicaciones a la
multiplicación vegetativa está ampliamente ligada a
la utilización conjunta de auxinas y citoquininas. La
importancia de las giberalinas en cultivo "in Vitro"
está mucho más restringida.

El ABA (ácido abscísico) y los compuestos
que desprenden etileno se utilizan con menor frecuencia en casos
más específicos. aminopurina o N6-benciladenina).
Recientemente se ha descrito que la N-6- bencil aminopurina (BAP)
o N6-benciladenina (BA) ha sido aislada de plantas y constituye
también una citoquinina natural. En cultivos de tejidos,
el BAP y las citoquininas sintéticas Kinetina y TDZ
(thidiazuron) son las más frecuentemente
usadas.

Las citóquininas estimulan la división
celular (cariocinesis) en cultivo de tejidos vegetales y tienen
un efecto sinérgico en este sentido con las auxinas. Se
han reportado otros efectos de las citoquininas, por ejemplo:
estimulan el alargamiento celular de discos de hojas etioladas;
inducen la formación de órganos en una gran
variedad de cultivos de tejidos "in Vitro"
(morfogénesis); controlan la formación de
proplastidios en cloroplastos; mantienen la maquinaria de
síntesis de proteínas mediante la regulación
de la síntesis del RNA; retrasan la senescencia;
etc.

Las citóquininas que se usan con mayor frecuencia
en los medios de cultivo son: la kinetina (KIN), la 6-bencil
aminopurina (BAP), la 2-isopenteniladenina (IP) y la zeatina. El
BAP se emplea con frecuencia debido a su gran actividad y su bajo
costo. Generalmente las citoquininas se evitan o se emplean en
dosis muy débiles en los medios de enraizamiento porque
presentan un efecto inhibidor sobre la
rizogénesis.

Los aspectos relacionados con la luz que son importantes
en los cultivos "in Vitro" son: La cantidad de luz:
(irradiación) y la calidad de la luz:(
espectro).

La alternancia de los ciclos de luz con los de
oscuridad:( El foto período). Considerando estos aspectos,
los tubos con los meristemos se ponen bajo luz fluorescente (en
general de 1,000 a 3,000 Kw./m2) – en ocasiones es necesario
utilizar una irradiación menor en los primeros días
después del aislamiento- bajo un foto período de
14-16 horas y a una temperatura de 23-25ºC para el
desarrollo adecuado de las Vitro plantas.( Pérez L.
1992)

El cultivo in vitro se realiza dentro de espacios
denominados cámaras de cultivo, diseñados para
permitir el control del ambiente físico al que será
expuesto el cultivo. Determinar la temperatura óptima de
crecimiento para cada cultivo in vitro puede ser un
proceso muy laborioso que, además, exige gran cantidad de
cámaras de cultivo reguladas de forma
diferente.

Afortunadamente, y para la mayoría de
situaciones, se pueden obtener resultados satisfactorios con
temperaturas de incubación que oscilan entre los 20 y
280C.

Así, temperaturas bajas (del orden de 4–50C)
permiten superar los periodos de dormición de algunas
leñosas y la conservación prolongada de
determinados cultivos "in vitro" mientras que una temperatura
constante de 200 C induce la formación de raíces en
la mayoría de coníferas. (Grattopaglia, D y
Machado, M.A. 1990)

La luz, definida como una forma de energía
radiante que se nos manifiesta mediante la visión es, en
realidad, parte de un fenómeno físico más
amplio: la energía radiante (radiación), que puede
ser descrito según dos modelos diferentes: el modelo
ondulatorio (radiación electromagnética) y el
modelo corpuscular.

La luz es uno de los factores principales que determinan
el desarrollo de los organismos autótrofos, en ello radica
la importancia de controlar el factor luz en los cultivos in
vitro. Fenómenos propios del desarrollo de las
plantas (germinación, floración,
tuberización,…) pueden ser activados por el
número de horas diarias de luz que recibe la planta. De
forma análoga, el número de horas de luz que recibe
el explante cultivado in vitro puede afectar a su
desarrollo. En general, el mejor foto período in
vitro. ( Crops Research Institute (CRI).
1995).

Consistencia del medio.

El uso del medio para el enraizamiento es un asunto muy
debatido, pues algunos autores prefieren el medio sólido y
otros el medio líquido; el medio liquido al menos para las
plantas leñosas han dado mejores resultados porque el
mismo favorecen la difusión de las exudaciones toxicas que
producen las plantas en cultivo, fundamentalmente los compuestos
fenológicos permite una mayor aeración y una mejor
absorción de los nutrientes presentes en el medió.
(García, 2000).

El medio para el cultivo de raíces in
vitro puede ser en forma liquida o sólida, a merced
del tipo de cultivo estando crecido para cualquier cultivo que
requiera que los tejidos o las células de la planta a ser
crecidas en la superficie del medio, debe ser salificado (mas
concretamente llamado ¨ galled¨ agar producido de algas
marinas, es el tipo mas común del agente gelatinoso y es
el ideal para estas aplicaciones. (Gamborg, 1968).

1.8.-
RIZOGÉNESIS. ENRAIZAMIENTO IN VITRO

Organogénesis

Es un evento morfogenético que se caracteriza por
su desarrollo unipolar, o sea, es la formación de un
primordio unipolar a partir de una yema con el subsiguiente
desarrollo de este en un brote vegetativo existiendo siempre una
conexión entre los nuevos brotes y el tejido paterno.
Estos brotes vegetativos son posteriormente puestos a enraizar en
otra etapa. Los brotes pueden formarse directamente a partir de
explantes (organogénesis directa) o indirectamente a
partir de callos. (Pérez Ponce. 1998.)

El término cultivo de meristemos ha sido
destinado para designar fragmentos de tejidos en un rango de
0.1mm – 1 cm o más. Sin embargo para el cultivo
aséptico y el saneamiento este término implica el
aislamiento del domo meristemático más el primer
primordio foliar en un rango de 0.1 – 0.5 mm (Herman, 1987;
citado por Pérez Ponce. 1998). A partir de ese
tamaño se considera cultivo de ápices.

Rizogénesis.

La rizogénesis es el fenómeno de
organogénesis mas generalmente implicado en la
multiplicación vegetativa. ( Sivory M./Caso 0 .
1980)

Hu y Wang (1983) Señalan conocimientos sobre la
Rizogénesis que condicionan por lo tanto el dominio de la
multiplicación vegetativa. El estudio de este
fenómeno pretende cada vez mas tener en cuenta las
interacciones complejas de factores, pero queda dominado por el
problema de la regulación hormonal y en particular por el
papel de las auxinas en la organogénesis.

Origen de las raíces.

Diferentes orígenes de los meristemos de
raíz.

Los meristemos de raíz se distinguen en varias
categorías según su origen.

a) Los meristemos laterales de la raíz principal
se forman de una manera espontánea en condiciones
naturales.

b) Los meristemos adventicios son producidos por
órganos diversos, (tallo, tubérculo, bulbo. hoja,
etc.,) ya sea espontánea o accidentalmente, como
consecuencia de una herida.

c) Los meristemos neoformados en el seno de un callo, en
cultivo in vitro pueden ser considerados como un caso
particular de meristemos adventicios.

Etapas de la formación del meristemo de
raíz.

La neoformación de los meristemos de raíz
(como también de los meristemos de tallo) resulta siempre
de una desdiferenciación celular provocada. Que conduce a
la producción de células meristemáticas
primarias y a la organización de un esbozo
meristemático.

La desdiferenciación procede por etapas
sucesivas, según la naturaleza de tejido original
(células peri cíclicas, células liberianas,
parenquimatosas o cámbiales) existen diversas modalidades
entre ellas.

a) Las raíces adventicias pueden iniciarse en la
base de una yema después de la neoformación previa
de un callo cicatricial.

b) Las raíces adventicias pueden igualmente ser
iniciadas a partir de tejidos profundos. Lo mas frecuente es que
entonces sean formadas a partir del cambium. Las células
que la originan sufren una

c) desdiferenciación que conduce a la
formación de células meristemáticas
primarias.

d) Las raíces adventicias pueden mas raramente
provenir de tejidos superficiales, como la epidermis, en este
caso bastante raro, se encuentra en diversas familias como las
crucíferas, como el mastuerzo, y el berro.

Estas raíces son entonces denominadas como
exógenas en oposición al caso más general de
las raíces endógenas.

Etapas de la
rizogénesis

(Esquema hipotético y
simplificado)

Monografias.com

Regulación hormonal de la
Rizogénesis. Influencia estimuladora de la hoja o de
la yema.

Numerosas experiencias de brotación, han
demostrado claramente la influencia estimuladora que determinan
las yemas sobre la Rizogénesis lo que evidencia la
influencia de una sustancia con circulación polarizada,
que es el origen del concepto de regulación hormonal de la
Rizogénesis.

La o las sustancias estimulantes
probablemente resultarían de la actividad
fotosintética de las hojas, pero
podrían igualmente provenir esencialmente de las hojas
jóvenes en crecimiento activo y eventualmente
del mismo ápice.

El estímulo proveniente de la hoja o de la yema
es el estimulador más frecuente de la
Rizogénesis. (Salisbury F/Ross. C, 1994)

Concepto de una rizocalina
específica.

Según investigaciones realizadas la
neoformación de raíces seria desencadenada por la
acción de una sustancia móvil sintetizada por las
hojas, y que emigraría de una manera polarizada hacia la
base del tallo. Esta sustancia hipotética,
específica de la Rizogénesis, debería
denominarse "rizocalina" y sería transportada por el
floema y acumulada en las yemas, los cotiledones y las
semillas.

Auxinas y Rizogénesis.

El papel central de la auxina en el desencadenamiento
hormonal de la Rizogénesis viene sugerido a la vez por las
aplicaciones de auxinas exógenas y por las dosificaciones
de la hormona.

La aplicación del AIA frecuentemente estimula el
enraizamiento de los esquejes y se obtienen resultados similares
con auxinas sintéticas.

Las más eficaces son generalmente el ANA, AIB AIP
y el AIA, estas sustancias son ampliamente utilizadas en
horticultura y en arboricultura.

Las auxinas intervienen básicamente en dos
estados del enraizamiento:

• El primero, en el cual se forman los meristemos
radículares, estado inicial de su crecimiento. Este a su
vez se puede dividir en un estado activo de acción de las
auxinas en el cual debe haber una continua presencia de auxinas,
pudiendo estas venir de los brotes terminales o laterales o de
una aplicación externa, y una segunda etapa, la cual se
puede denominar como de auxinas inactivas, ya que estas
están presentes en la raíz cuatro días mas
pero no tienen ningún efecto adverso en su
formación.

En la segunda etapa se da la
elongación de los primordios radicales, en esta la
nueva raíz atraviesa la corteza hasta emerger de la
epidermis del tallo, para esto un sistema vascular
ya se formó en la nueva raíz y se ha fusionado a
los tejidos vasculares del tallo, una vez llegado a éste
punto ya no hay mayor respuesta a las auxinas.

Las semillas en desarrollo son un importante centro de
producción de AIA, como se ha demostrado en semillas de
maíz, que alcanzan su máximo cuando aún
están como leche y, al madurar, el AIA forma
ésteres con el mio-inositol.

En óvulos de algodón también se han
medido cantidades elevadas de AIA.

En frutos, el contenido en AIA aumenta tras la
polinización alcanzándose un máximo;
así, en fresas se pasa de 3.6 mg de AIA a 127 mg de AIA
por frutos a los 12 días de la polinización e
iguales máximos se encuentran en manzanas, uvas, tomates y
otros.

En raíces se ha detectado AIA, aunque más
bien parece que procede de las partes aéreas. Se ha visto
que en raíces de maíz, hay más en la estela
que en el córtex y más contenido aún en la
cofia.

Se puede concluir que los lugares más importantes
de síntesis de auxina son: las hojas jóvenes en
expansión, el tejido cambial, los ovarios inmaduros y
semillas en desarrollo. Sin embargo, otros tejidos también
tienen la capacidad de sintetizar AIA (hojas maduras, tallos y
raíces). (Rojas Gardenias, 1993)

Interacciones de factores.

Parece evidente en la actualidad que la auxina no es el
único factor de Rizogénesis.

La aplicación de auxina sobre esquejes es
ineficaz en numerosos casos y a veces la eficacia no es aclarada
más que después de la primera
aplicación, después de ablación
de las raíces neoformadas una segunda aplicación
queda sin efecto.

Todo sucede como si un factor de Rizogénesis pre
existente en el esqueje y movilizado por la auxina o se combinara
con ella, fuera rápidamente agotado.

Como consecuencia de numerosas experiencias
se ha formulado el concepto de "complejo
rizocalinico", que contemplaría al menos tres elementos:
1) un factor móvil desconocido sintetizado en las hojas a
la luz y que emigra de forma polarizada, 2) la auxina, 3) un
factor celular existente sólo en ciertas células
que realizaría la fijación y la combinación
de los dos primeros

Un cierto número de hechos sugieren que
compuestos fenólicos podrían tomar parte del
complejo rizocalínico. La aplicación de
ortodifenoles exógenos sobre esquejes ha podido estimular
la Rizogénesis en algunos casos. Numerosos trabajos han
demostrado que compuestos difenólicos, tales como el
ácido clorogénico y el ácido cafeico, son
inhibidores de la axina-oxidasa. La acción de los
compuestos fenólicos podría ser directa o indirecta
por protección de la auxina o estimulación de la
síntesis de auxina.

Como todo fenómeno de organogénesis, la
Rizogénesis es ciertamente desencadenada por interacciones
entre "efectores" y "receptores sobre lugar".

Si se conocen las sustancias (auxinas, compuestos
fenólicos) y las condiciones que desencadenan o favorecen
la neoformación de raíces, se ignora siempre los
mecanismos fisiológicos íntimos.( Hu y Wang
1983)

Enraizamiento "in vitro"

MC Comb y Newton (2003), afirman que en algunas
especies, el enraizamiento in vitro puede ser el único
método para el enraizamiento de plántulas sin
embargo han descrito una técnica donde insertan las base
de los brotes en una espuma flexible de poliuretano sumergido en
un medio de enraizamiento líquido las plántulas
enraizadas de esta manera pueden ser transferidas al suelo sin
remover el soporte.

Se transfieren los brotes obtenidos durante la fase de
multiplicación a un medio libre de reguladores de
crecimiento o que solo contenga auxinas. Esta operación se
realiza en la cámara de flujo laminar. Este método
permite ser mas flexible a la hora de escoger los brotes, ya que
éstos obtienen del medio la fuente de energía para
enraizar, y por tanto no es necesario que tengan las hojas muy
bien desarrolladas para realizar la fotosíntesis. (Adelaja
B. 1995).

SUPLEMENTOS NO
DEFINIDOS UTILIZADOS EN LA COMPOSICIÓN DE MEDIOS DE
CULTIVO

Existen una lógica bien documentada tras el uso
de sustancias líquidas que se encuentran en forma natural,
con el uso individual de estas sustancias se obtiene poco efecto
por encima del esperado, parece que las sustancias de
esta naturaleza pueden desempeñar un papel
pequeño pero significativo en la estimulación del
crecimiento en los tejidos de explantes, mediante la
división celular (Nitsch, 1962; Lee et al., 1965; Paulet,
1970).

Se puede anticipar que los investigadores en los
trópicos y subtrópicos tendrán acceso a una
gama de líquidos estimuladores del crecimiento que son de
origen novedoso, distintivos o incluso morfológicamente
únicos (Steward, 1959; Shantz, 1966).

Después de que Gautheret observó que el
extracto de levadura tenía efectos sobre las
células cultivadas in vitro, muchos
investigadores empezaron a buscar sustancias orgánicas que
pudieran ejecutar algún efecto
morfogenético.

Principales sustancias promotoras del crecimiento de
naturaleza completamente indefinida.

¾ Agua de coco.

¾ Jugos de frutas y hortalizas
(plátano y tomate).

¾ Extractos de levaduras, malta y
tubérculos de papa.

¾ Endospermo líquido de
Zea mays.

¾ Caseína
hidrolizada.

Posiblemente el evento más significativo ante los
avances de la década de los 40, fue el descubrimiento de
las cualidades nutricionales del endospermo líquido del
coco. Existe una larga lista de componentes que se han adicionado
ocasionalmente a los medios de cultivo, como fuente de
nitrógeno reducido, factores de crecimiento,
carbohidratos, y otros.

Un paso importante en el desarrollo de las
técnicas actuales para estimular la división
celular de explantes fue la observación de que el agua de
coco, a niveles relativamente bajos podía
interactuar con las auxinas y promover el crecimiento, en
situaciones en que por sí solas era eficiente.

El agua de coco es un medio muy completo, con una amplia
gama de componentes orgánicos e inorgánicos, tiene
buena capacidad de amortiguación (buffer) y no es raro
encontrar, es rica en magnesio y fosfato, no todos los elementos
minerales que contiene son indispensables, y se puede reemplazar
por un medio salino basal.

Un medio de cultivo general preparado con reactivos
analíticos, con un suplemento de agua de coco, muy raras
veces resulta tóxico o deficiente a causa de los
micronutrientes.

Posteriormente el éxito de Van Overbeek y col.,
(1941) en el cultivo de embriones aislados de Datura en un medio
enriquecido con agua de coco, este extracto natural fue
rápidamente adoptado por otros investigadores.

La combinación de 2,4-D con agua de coco,
mostró un sorprendente efecto en la estimulación
del crecimiento de tejidos cultivados de zanahoria y papa. (
Caplin y Steward, (1948).

El uso del agua de coco y de 2,4-D en tubérculos
de papa por Steward, (1951) y del agua de coco con ANA por Morel
(1951) en las monocotiledóneas, fueron otros progresos
importantes. Estas observaciones constituyen la base para el uso
del agua de coco y sus sinergias en la nutrición de
células y tejidos cultivados in vitro.

Muchos investigadores encontraron que el extracto de
malta de cebada era benéfico como un suplemento, ya que ha
demostrado ser una fuente estimuladora de algunos
tejidos.

Los resultados acumulados de los estudios realizados de
esta temática, se resumen de la siguiente forma: en un
total de 166 pruebas (con preparaciones de fuentes naturales) con
63 compuestos, 123 dieron una respuesta positiva, mientras que 40
no dieron respuesta o fueron negativos. El análisis de los
resultados de estas pruebas, refuerza el hecho de que diversos
tejidos responden diferentemente a varios
suplementos.

El uso del medio para el enraizamiento es un asunto muy
debatido, pues algunos autores prefieren el medio sólido y
otros el medio líquido; el medio liquido al menos para las
plantas leñosas han dado mejores resultados porque el
mismo favorecen la difusión de las
exudaciones tóxicas que producen las plantas en cultivo,
fundamentalmente los compuestos fenólicos permiten una
mayor aeración y una mejor absorción de los
nutrientes presentes en el medio. (García,
2000).

El medio para el cultivo de raíces in vitro puede
ser en forma liquida o sólida, a merced del tipo de
cultivo estando crecido para cualquier cultivo que requiera que
los tejidos o las células de la planta a ser crecidas en
la superficie del medio, debe ser solificado (mas concretamente
llamado ¨galled¨ agar producido de algas marinas, es al
tipo mas común del agente gelatinoso y es al ideal para
estas aplicaciones. ( Gamborg, 1968).

Utilización del gel o extracto del Aloe
vera (L) N.L Burm.

Por su parte, el gel de Aloe vera (L.) N.L.
Burm., ha demostrado su eficacia en la sustitución de
reguladores sintéticos en medios de cultivos para el
enraizamiento in vitro de plantas medicinales y frutales
en condiciones de campo, también, potencialmente por sus
características, podría ser utilizado para estos
fines. (Rodríguez H., 2006).

Rodríguez H.,(2004) Señala que se
encontraron efectos estimulantes del crecimiento en los extractos
líquidos de plantas medicinales estudiados.,
correspondiéndole al extracto del gel de A. vera
el mejor comportamiento, particularmente con relación a la
formación de raíces, superando incluso a los
reguladores usados tradicionalmente como control, lo que
demuestra la posible presencia de actividad auxinica en el
mismo.

Jó María y col(2003) con diferentes
concentraciones de MS adicionando 20 y 40 mL/L de extracto de
Aloe vera en la micropropagación del plátano FIAH
18 obtuvo vitro plantas con buena respuesta fisiológica y
un enraizamiento excelente.

Jó María y col ( 2005 y 2006)
señala que se encontraron respuestas fisiológicas
en la fase de enraizamiento en la micropropagación del
plátano FIAH 18 en la Biofábrica de Pinar del
Río, utilizando diferentes concentraciones de MS
adicionando 20 y 40 mL/L del extracto de Aloe vera.

Monografias.com

MICRO PROPAGACION
DEL PLATANO EN BIOFABRICAS.

Se caracteriza por tener la capacidad de generar gran
cantidad de plantas para la siembra en mediano plazo, en estado
fitosanitario relativamente óptimo, en relación con
algunas enfermedades. A partir de un ápice es posible
lograr en el lapso de un año, centenares de plantas libres
de nemátodos, hongos y de algunos virus y bacterias en
comparación con el sistema tradicional Sandoval (1991). En
el ámbito comercial se basa en el uso exclusivo del
meristema o yema central para la propagación "in
vitro".

Este sistema presenta gran ventaja cuando se desea
realizar intercambio de plantas (germoplasma) o siembra de
musáceas en áreas relativamente nuevas. Pero el
tipo, cantidad de insumos e infraestructura necesaria para
garantizar un ambiente aséptico, incrementan los costos
operativos y, consecuentemente, los costos del producto
(plántulas) en relación con los sistemas de
propagación antes mencionados. Ello constituye una de las
principales desventajas para su uso masificado, principalmente
entre los pequeños y medianos productores. (Grisales,
1994).

Etapas de la micro propagación del
plátano

Esta técnica ha sido utilizada en diferentes
países (Cordeiro y Dos Santos, 1991; Crops Research
Institute, 1995, Adaleja, 1995), y en Venezuela fue aplicada por
primera vez por Hadad (1994) con notable éxito. A partir
de este momento ha sido adoptada como alternativa de
propagación rápida y masiva, pudiendo ser aplicada
a cormos provenientes de plantas jóvenes o recién
cosechadas.

Para su aplicación es necesario ubicar e
identificar las yemas presentes en el cormo, lo cual
permitirá que el sistema sea altamente eficiente. A
continuación se describe de forma general los pasos a
seguir para su aplicación. (Haddad 1994)

Este proceso incluye varias fases:

FASE 0: Preparación de la planta madre

FASE I : Establecimiento del cultivo en condiciones de
asepsia

FASE II : Multiplicación de brotes

FASE III : Enraizamiento

FASE IV: Aclimatación

FASE 0: PREPARACIÓN DE LA PLANTA
MADRE

Para poder establecer el cultivo en condiciones de
asepsia, se deben obtener explantos con un nivel nutricional y un
grado de desarrollo adecuado.

Para obtener estos explantes es recomendable mantener a
las plantas madre un período de tiempo que puede oscilar
entre unas semanas o varios meses, en un invernadero, en que se
va a intentar cultivar la planta en condiciones sanitarias
óptimas y con un control de la nutrición, del
fotoperíodo y de la irradiancia recibida.

FASE I: ESTABLECIMIENTO DEL CULTIVO EN CONDICIONES DE
ASEPSIA

Una vez escogida la planta madre, se extraerán
los fragmentos a partir de los cuales se obtendrán los
explantos.

Antes de extraer los explantes se hará una
desinfección de los fragmentos de planta madre para
eliminar los contaminantes externos. Una vez desinfectado el
material vegetal, se debe mantener en condiciones de
asepsia.

Ya en condiciones de asepsia (se trabajará en
cabinas de flujo laminar) se extraerán los explantes del
material vegetal y se pondrán en cultivo en un medio de
iniciación dentro de un bote de cultivo, para poder
controlar la sanidad y la viabilidad de los explantes.

FASE II: MULTIPLICACIÓN DE LOS
BROTES

Durante esta fase se espera que los explantes que sobre
vivieron de la FASE I originen brotes (de procedencia axilar o
adventicia) con varios entrenudos. Periódicamente estos
nuevos brotes se deben subcultivar en un nuevo medio mediante
divisiones y resiembras en tubos de cultivo u otros recipientes
adecuados. Estas operaciones se realizan en la cámara de
flujo laminar.

FASE III: ELECCIÓN DE UN MEDIO DE
ENRAIZAMIENTO DE LOS EXPLANTOS Para enraizar los explantes se
utilizan principalmente dos métodos: ENRAIZAMIENTO IN
VITRO

ENRAIZAMIENTO EX VITRO

Los explantes se deben transferir a un sustrato limpio,
aunque no necesariamente estéril, que puede ser una mezcla
de turba con perlita o vermiculita.

Con este método es necesario que el medio de
enraizamiento esté libre de organismos patógenos y
que los brotes tengan las hojas bien desarrolladas, ya que deben
realizar fotosíntesis para que la planta tenga una fuente
de energía para enraizar y desarrollarse.

Los explantes deben de plantarse en contenedores
cubiertos por un plástico, para mantener la humedad
relativa elevada, y hacerlos enraizar en el laboratorio, o
ponerlos en 'multipots' dentro de un invernadero en
un área sombreada con "fog-system" o "mist-
system".

FASE IV: ACLIMATACIÓN DE LOS EXPLANTOS
ENRAIZADOS

Los explantes recién enraizados son muy sensibles
a los cambios ambientales, de manera que el éxito o el
fracaso de todo el proceso dependen de la
aclimatación.

Tanto si los explantes fueron enraizados in
vitro como ex vitro, en el momento en que se
extraen los explantes de los recipientes de enraizamiento
están poco adaptados a crecer en un invernadero, ya que
estos explantes han enraizado y crecido en ambientes con una
humedad relativa muy elevada y generalmente tienen estomas
perezosos para responder al descenso de la humedad relativa,
demasiado lentos para evitar la desecación del
explante.

Los explantes deben ser aclimatados a las condiciones de
humedad del invernadero disminuyendo progresivamente la humedad
relativa e incrementando progresivamente la intensidad de
luz.

Por otra parte crecer en ambientes tan húmedos
también suele implicar la falta de una cutícula
cérea bien desarrollada, la barrera para evitar la perdida
de agua a lo largo de toda la superficie de la planta. (Alves E;
Oliveira M. 1993).

EXPERIENCIA EN
LAS BIOFÀBRICAS.

Situación actual de
Cuba

Según Ponce (1998) en Cuba la propagación
masiva de plantas comenzó a finales de la década de
los 70, con laboratorios que producían de 100000 a 200000
vitro plantas anuales y paralelamente, los grandes centro
científicos del país y de las universidades
comenzaron a desarrollar tecnologías, no solo de cultivos
de tejidos sino también de diagnóstico, saneamiento
e identificación y caracterización de la
variabilidad soma clonal.

En 1987 se construye la primera Biofàbrica en
Cuba (primera generación) según el autor citado
anteriormente y entre 1987 y 1993 se construyeron otras catorce
que cubren la geografía agrícola de casi todo el
país, surgió en el país el termino
Biofábrica que ya se maneja en muchos países a
través del proceso investigativo y de la experiencia
práctica, se ha desarrollado cuatro generaciones de
Biofábricas en términos de diseño; la
más importante es la última, la cuarta
generación a la que se le incorporó una fuerte
componente de Investigación – Desarrollo.

Comportamiento de plátanos y bananas (Musa
spp) cultivados en la biofábrica

Este es el cultivo de mayor volumen de
propagación en el país, siendo así una de
las especies que está en todas las Biofábricas, por
lo cual ha sido una de las más estudiadas. Siendo hoy la
micro propagación el principal sistema de
reproducción para los clones cultivados de esta especie
con producciones anuales entre 15 y 20 millones de vitro
plantas.( Pérez P. 2000)

La micro propagación en este cultivo se ha
empleado fundamentalmente para introducir de forma acelerada los
nuevos clones resistentes a la Sigatoka negra (Micosphaerella
figiensis), hasta diciembre de 1999 se habían
plantado en el país mas de 10000ha de clones
híbridos producidos en la Federación
Hondureña de Investigación Agrícola (FHIA)
ello representa el 10, 58 % del área total nacional
sembrado con clones híbridos, esto se logró en un
período de apenas cuatro años.

El clon de mayor área plantada es al FHIA 03 con
3783ha y FHIA 18 y FHIA23 con 2822ha y 2877ha
respectivamente, distribuidos en todas las Provincias. (Ponce, et
al 2000).

REVISIÓN
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Autor:

MSc. María Jó
García1

Msc. René Hernández
Gonzalo2

Dr. Santos Bustios Dios2. Ing. Maylin
Esteves3

Ing. Yusbel Echevarria3

MSc Ricardo Cruz Lazo2

MSc. Luis E. León2

MSc. Armando del Busto2

1 Departamento de
Biología

2 Departamento Agropecuario de la
Universidad de Pinar del Río

3 Biofábrica de Pinar del
Río

Partes: 1, 2